Фотосинтез С3 и С4 растений механизмы и регуляция - Эдвардс Дж.
Скачать (прямая ссылка):
Источники данных: [2, П —14, 19, 24, 28].
12.4. Доказательства фотосинтетической
деятельности клеток обкладки проводящих пучков
В ранних опытах клетки обкладка проводящих пучков росички кровяной (растения NADP-МДГ-типа) получали после механического разрушения ткани. Такие клетки фиксировали
триозофосфатов под действием фосфогллцератк'иназы и NADP - триозофосфатдегидро-
ОА
Рис. 12,15. Использование ассимиляционной силы, образующейся в процессе нециклического переноса электронов в хлоропластах мезофилла, для Ci-фото-синтеза.
СОг с довольно большой скоростью, если в состав среды вхо* дил рибозо-5-фосфат. Не исключено, что значительная стимуляция фиксации С02 под влиянием рибозо-5-фосфата была обусловлена повреждениями хлоропластов в процессе их выделения, в результате чего рибозо-5-фосфат быстро входил в такие клетки. Для восстановления пула метаболитов внутри хлоропластов вполне достаточно даже незначительного поступле* ния рибозо-5-фосфата в клетки. При этом уменьшается инкубационный период и достигается максимальная скорость фиксации (разд. 7.7). Сейчас уже вполне очевидно, что фиксация С02 в изолированных клетках обкладки проводящих пучков у NADP-МДГ-растений лимитируется на свету из-за отсутствий в них фотосистемы II (ФСН; разд. 11,6). В более поздних исследованиях скорость фиксации С02 в клетках обкладки проводящих пучков, полученных из NAD-МДГ- и ФЕП-КК-растений, превышала 100 мкмоль С0'2-(мгХл)-1 -ч-1 и без добавления органических субстратов.
Дихлорфенилдиметилмочевина (ДХММ) препятствует восстановлению NADP+ за счет нециклического переноса электронов и таким образом ингибирует фиксацию СО% в изолированных клетках обкладки проводящих пучков. Малат может частично снимать ингибирование, вызываемое ДХММ в нзолиро-1 ванных клетках, полученных из Сграстеиий всех трех групп. Это указывает на то, что малат может участвовать в передаче восстановительной силы в клетки обкладки проводящих пучков. У NADP-МДГ-растений в этом процессе, по-видимому, участвует NADP-МДГ (декарбоксилирующая), а у NAD-МДГ-и ФЕП-КК-растений это может быть NAD-малатдегидрогеназа. Фиксация С02 в клетках обкладки проводящих пучков подавляется ингибитором ВПФ-цикла (гл. 8) глицеральдегидом, тогда как на зависимую от пирувата фиксацию С02 в препаратах мезофилла он влияет гораздо слабее.
Для исследования процесса передачи углерода С4-кнслот в ВПФ-цикл в изолированных клетках обкладки проводящих пучков или выделенных из них хлоропластов применяют два следующих метода.
1) Регистрация зависимого от С ц-кислот выделения 02 ла свету в присутствии малата, аспартата или оксалоацетата. Оксалоацетат очень лабилен и либо медленно превращается в пируват и С02 в результате неферментативного декарбоксилнрова-ния, либо быстро декарбоксилируется в присутствии двухвалентных катионов и некоторых белков. Поэтому, используя этот субстрат in vitro, следует отчасти учитывать и такое неестественное поступление С02 в ВПФ-цикл.
2) Хроматографический анализ продуктов зависимого от света включения метки из иС-4-атома малата или аспартата в мета*
Аспартат
-> ОА
2-Оксоглутара1
Аланин
Рис. 12.16.
болиты ВПФ-цикла (т. е. в ФГК., триозо- или гексозофосфаты). Это дает прямые сведения о том, что углерод .переходит в ВПФ-цикл. С практической точки зрения второй метод более трудоемок, чем первый. Применив эти методы, можно получить скорость поступления углерода Сгкислот в ВПФ-цикл, равную 100—300 мкмоль С02 или 02- (мгХл)~1-чг1.
Максимальная скорость зависимого от аспартата выделения 02 клетками обкладки проводящих пучков NAD-МДГ- или ФЕП-КК-растений достигается после внесения в среду пирувата (1 мМ) или 2-оксоглутарата (10 мМ). 2-Оксоглутарат нужен для начальной реакции стадии декарбоксилироваиия у этих двух подгрупп С4-растений. Пируват может стимулировать декарбоксилирование аспартата в результате сопряжения реакций с участием аспартат- и аланинаминотрансфераз (рис. 12.16).
Для исследования декарбоксилироваиия Сгкислот в изоли1 рованных клетках обкладки проводящих пучков был применен еще один метод. В среду вносили 14С-4-дикарбоновые кислоты, и по количеству 14С02, высвобождающейся на свету в присутствии D.L-глицеральдегида, судили об интенсивности декарб-оксилирования. Глицеральдегид препятствует повторной фиксации ИС02 в ВПФ-цпкле. В его присутствии ФГК резко усиливает декарбоксилирование малата в изолированных клетках обкладки проводящих пучков у С-^растений всех трех групп. Это говорит о том, что окисление малата сопряжено с восстановительной стадией ВПФ-цикла. Декарбоксилирование малата в клетках обкладки проводящих пучков у ФЕП-КК-растений ингибируется 0,1 мМ 3-меркаптопиколиновой кислотой (ингибитор ФЕП-КК). Этот ингибитор ие влияет на декарбоксилирование малата у NAD-МДГ- и NADP-МДГ-растений. Щавелевая кислота (0,1 мМ) специфически ингибирует декарбоксилирова-нне малата в клетках обкладки проводящих пучков у NADP-МДГ-растений (росичка кровяная). Это свидетельствует о том, что в декарбоксилироваиии малата у разных представителей Сграстений участвуют разные механизмы. З-меркаптопиколи-1 новая и щавелевая кислоты, взятые в той же концентрации, не влияют на фиксацию 14С02 в изолированных клетках обкладкй
