Биоэлектрогенез у высших растений - Опритов В.А.
ISBN 5-02-004108-4
Скачать (прямая ссылка):
Необходимо подчеркнуть, что при генерации ПД в проводящих тканях тыквы, как, впрочем, вероятно, и в возбудимых клетках мимозы [605] и харовых водорослей [396], электрический заряд, перенесенный С1_, не может скомпенсировать в несколько раз больший заряд, перенесенный направленным в ту же сторону потоком К+. У харофитов допускается в связи с этим, что в ходе генерации ПД идет
148
пассивный трансмембранный перенос не только С1_, но и других анионов [626]. В проводящих тканях высших растений другие анионы, в основном органические (малат), поддерживают вместе с С1_ ионный баланс в покое [414], при тургорных устьичных движениях [112], при сейсмонастических, гравитропических и других моторных реакциях [233, 605]. Они должны обеспечивать баланс в переносе электрических зарядов и при генерации ПД. Однако можно предположить, что возникающие при возбуждении нетто-потоки неидентифицированных анионов возникают позже, чем хлорные. Поэтому они не участвуют в перезарядке мембран возбудимых клеток растений и электрически нейтрализуются, в отличие от более раннего потока С1~, одновременным противоположно направленным потоком катионов К+ (и Na+). Это доказывается тем, что именно AjiCl, как было показано выше, определяет амплитуду и скорость деполяризации проводящих тканей.
Если исходить из положения о том, что возникновение/с„ /а и /к в клетках проводящих тканей обеспечивает, как и в клетках харовых водорослей, генерацию электрического импульса, то необходимое при этом разделение ионных токов во времени и<ир, Jrep) может осуществляться лишь при наличии в клеточных мембранах селективных С1-, Са2+- и К+-каналов.
Участие ионных каналов в генерации потенциала действия в проводящих тканях
Один из подходов в выявлении работы ионных каналов в клеточных мембранах связан с применением специфических блокаторов. В нашей лаборатории экспериментальное обоснование участия калиевых, хлорных и кальциевых ионных каналов в генерации ПД в возбудимых клетках проводящих тканей высших растений было также проведено с использованием известных блокаторов ТЭА, ЭК и верапамилового производного Д-600.
Для клеток харовых водорослей установлено, что ЭК ингибирует возбудимые хлорные каналы [144]. ТЭА блокирует участвующие в реполяризации плазматических мембран харовых водорослей калиевые каналы [52]. Верапамил, как известно, блокирует кальциевые каналы биомембран [124]. в том числе и реконструированные в липидном бислое кальциевые каналы харофитов [5]. Специфически он связывается, как полагают [289], и с кальциевыми каналами изолированной плазмалеммы клеток высших растений (в частности, гипокотилей проростков тыквы). Исследований ПД высших растений с применением блокаторов ионных каналов ранее не проводилось. Есть только данные, что ТЭА (10~3 М) угнетает ПД-индуцируемое быстрое сейсмонастическое движение у мимозы [605], но при этом не связанное с ПД медленное гравитропическое движение ТЭА не угнетает.
Эксперименты на целых гипокотилях тыквы при введении растворов блокаторов с транспирационным током или путем их перфузии в воздушную полость стебля [192, 549] и эксперименты на
149
частично изолированных проводящих пучках 1217. 227] показали, что введение 2 мМ ЭК угнетает способность к проведению ПД. ЭК также постепенно (в течение 2 ч) уменьшает амплитуду и скорость (крутизну) резкой импульсной деполяризации в зоне раздражения как в целом стебле, так и в частично изолированных проводящих пучках. Очевидно, это происходит в результате блокирования обеспечивающих деполяризующий входящий ток хлорных каналов. ТЭА в концентрации 6 мМ увеличивает в несколько раз длительность ПД в экспериментах на целом стебле и достоверно повышает амплитуду деполяризации в зоне раздражения, особенно у частично изолированных проводящих пучков. Можно полагать, что ТЭА уменьшает долю ((Tj) открытых калиевых каналов (уравнение 20) и проводит таким образом к более длительному превышению входящего тока над выходящим и соответственно к увеличению длительности и амплитуды импульса. 2-10-5 М раствор Д-600 очень резко снижает у проводящих пучков амплитуду и крутизну деполяризации. Это, очевидно, связано с блокированием Са2+-потока, входящего в клетки проводящих тканей из апопласта. Деполяризующий хлорный поток при этом также не возникает. Отсюда можно полагать, что нетто-поток Са2+ в возбудимые клетки проводящих тканей из внеклеточной среды через специфически блокируемые верапамилом кальцевые каналы запускает весь регенеративный процесс импульсной деполяризации в этих клетках.
Итак, описанное действие блокаторов ионных каналов хорошо объясняется в свете концентрации о существовании в плазматических мембранах возбудимых паренхимных клеток проводящих тканей кальциевых, хлорных и калиевых каналов, аналогичных таковым в возбудимых мембранах харовых водорослей.
Возможность более прямого электрофизиологического доказательства существования в клетках высших растений возбудимых ионных каналов появилась только в последнее время благодаря разработке метода пэтч-клямп, т.е. фиксации потенциала и регистрации тока на отдельном микроучастке клеточной мембраны 1—1,5 мкм2. Этот метод дает возможность идентифицировать одиночные ион-специфичные каналы в клетках сколь угодно малых размеров любых растительных тканей 1421, 655]. Несомненно, такие исследования позволят детально изучить ионные токи в возбудимых мембранах (в плазмалемме и тонопласте отдельно) клеток проводящих тканей высших растений при генерации в них ПД. К сожалению, этот метод пока еще не получил должного развития в электрофизиологии высших растений. По-прежнему бйльшая часть исследований ионных каналов в режиме фиксации потенциала выполняется на гигантских клетках водорослей [145], хотя в перспективе "просматривается полная инвентаризация ионных каналов растительных клеток от одиночных до высших растений" [22].
