Высшие съедобные базидиомицеты в чистой культуре - Бухало А.С.
ISBN 5-12-000267-6
Скачать (прямая ссылка):
1 н. NaOH или НС1. Соотношение С : N было 8:1.
Для определения отношения исследовавшихся видов к источникам азота использовали питательную среду, содержащую 15 г глюкозы, источник азота — эквивалентно 2 г NaNOs. Остальные компоненты те же, что в приведенной выше питательной среде, использовавшейся при изучении углеродного питания.
Засев проводили суспензией мицелия, выращенного поверхностно на жидком (4° по Баллингу) сусле в 250 мл колбах Эрленмейера с фарфоровыми бусами. 43
В колбы наливали по 50 мл среды. Когда мицелий образовывал пленку,его 3—4^>а-за промывали стерильной дистиллированной водой, измельчали путем встряхивания и в каждую колбу вносили по 2 мл суспензии. Культивировали на пробирочной качалке. В каждую пробирку вносили 2 мл инокулюма, приготовленного описанным выше способом. По окончании опыта измеряли значение pH среды и учитывали сухую массу мицелия.
__Для определения отношения исследовавшихся культур к источникам минерального питания использовали те же питательные среды с оптимальным содержанием С и N для каждого вида, которое устанавливали предварительно.
Оптимальное значение pH среды определяли на той же питательной среде, что и при изучении углеродного питания. Источником углерода служила глюкоза. Для создания необходимого pH среды, который измеряли на потенциометре до и после стерилизации, добавляли 1 %-ный раствор NaOH и НС1. Эту же питательную среду использовали при изучении потребностей в витаминах и стимуляторах. Витамин Bj (тиамин) вносили асептически в количестве 300 мкг/л после стерилизации.
Отвары растений готовили следующим образом: 1,5 кг зеленой массы заливали 6 л воды, кипятили 30 мин, настаивали в течение суток, отфильтровывали и стерилизовали при 50,662 кПа (0,5 атм). Оптимальную концентрацию в каждом конкретном случае подбирали эмпирически.
Питательная среда для глубинного культивирования Pieurotus ostreatus 1300 с отваром красного клевера (г): сахароза — 30; пептон — 3; КН2Р04 — 2; КС1 — 1,2; MgS04*7H20 — 0,25; отвар клевера — 100 мл; агар —0,1; Н20 — 1 л; pH 6,0.
Первично штаммы, активнорастущие в глубинной культуре, отбирали на комплексных питательных средах. В качестве универсальной питательной среды, служившей контролем в ряде опытов, использовали пивное сусло, разведенное водой до содержания углеводов 2,0±0,2 %, что соответствует 8 сахаристости по Баллингу. Такой же отбор проводили на комплексных питательных средах, где в качестве основного источника углерода использовали свекловичную мелассу, картофельную муку, крахмал, концентрат картофельного сока (ККС) с содержанием сухих веществ 40.0±2,0 %, послеспиртовую барду, молочную сыворотку, сульфитные щелока, автолизат синезеленых водорослей. Для комплексных сред использовали следующую минеральную основу (г/л) : (NH4)2S04 — 3,0,КН2Р04 —
1,2, MgS04*7H20 — 0,25, NaCl - 0,05, прокипяченная и отфильтрованная водопроводная вода 1 л, pH среды 6,0.
Как стимулирующие добавки в ряде случаев использовали отвары кормовых растений, крапивы, дубовой коры, дрожжевой экстракт (ДЭ), кукурузный экстракт (КЭ) и ККС в количестве 1,0 и 0,1 %.
Глубинное культивирование в лабораторных условиях проводили на жидких питательных средах на круговых качалках при 180—220 об/мин. Соотношение жидкой и воздушной фаз во встряхиваемых сосудах составляло 1:10. Отобранные штаммы культивировали в лабораторных ферментерах ’’АНКУМ-2” с рабочим объемом 1,8 л. Некоторые ферментации были проведены в ферментерах ’’Biotec” с рабочим объемом среды 6 л и ’’Gallencamp” — 3 л. Для инокуляции ферментеров использовали 5-суточный глубинный мицелий (10 % объема), выращенный в колбах на качалке и стерильно измельченный в дезинтеграторе. Во время ферментации осуществляли контроль за основными параметрами: накоплением биомассы, расходом компонентов и изменением pH "питательной среды, содержанием в культуральной жидкости метаболитов, аэрацией, скоростью перемешивания, температурой.
Опытно-промышленное глубинное культивирование штаммов Pieurotus ostreatus 1300 и Panus tigrinus 131 осуществляли в ферментерах емкостью 100,140 л,
3 м3, перемешивание — барботажем воздуха, инокулюм — 10 % объема. Полученная биомасса промывалась водой и сушилась при температуре 60 ° С на ленто«вюй сушилке, в вакуумной сушилке, сушильных шкафах специаль-
I ной конструкции.
2.3.2. Анализ биомассы и культуральных жидкостей
В зависимости от целей экспериментов биомассу учитывали и анализировали после различного времени культивирования. При изучении динамики роста — каждые
4—6 ч, в других случаях — на 3, 5, 7,10-е с^тки культивирования. Химически анализировали мицелий, высушенный при 60 С. Полученные результаты пересчитывали на абсолютно сухую массу. Последнюю определяли после высушивания образцов промытого мицелия в откалиброванных стеклянных флаконах при 105 С (Кашкин и др., 1968).
Удельную скорость роста 0йmax) рассчитывали по формуле
_ 2,3 (lgm, - lgm0).
М max : : 4 i
